Genetyka molekularna

Zajęcia 1

Teoria - PCR, projektowanie starterów, izolacja genomowego DNA i elektroforeza DNA.

Część praktyczna - projektowanie starterów do PCR, izolowanie DNA z mikroorganizmów, PCR, elektroforeza produktów PCR i ich typowanie do sekwencjonowania.

Tydzień 2

Wybrane metody komputerowej analiza DNA.

Teoria - omówienie najczęściej wykorzystywanych w biologii molekularnej baz danych, metod przeszukiwania za pomocą słów kluczowych i przez porównywanie sekwencji, podstawy porównywania sekwencji i tworzenia przyrównań lokalnych i globalnych.

Część praktyczna - wyszukiwanie informacji i sekwencji w bazach danych, analiza wyników sekwencjonowania, posługiwanie się serwerem BLAST, program Clustal.

Tydzień 3

Omówienie doświadczenia "Otrzymywanie konstruktu dla ekspresji białka w układzie heterologicznym". Wybrane metody komputerowej analiza DNA.

Teoria - komputerowe metody projektowania doświadczeń w biologii molekularnejCzęść praktyczna - projektowanie klonowania w programie Clone, przewidywanie wyników analizy restrykcyjnej konstruktu.

Zajęcia 4

Otrzymywanie konstruktu dla ekspresji białka w układzie heterologicznym. Cykl obejmuje zajęcia 4-8.

Teoria - wektory dla ekspresji w układach heterologicznych. Klonowanie DNA.

Część praktyczna - PCR, elektroforeza produktu PCR i jego trawienie endonukleazą restrykcyjną.

Tydzień 5

Teoria - półautomatyczne sekwencjonowanie DNA metodą dideoksy. Teoria ligacji DNA.

Część praktyczna - przygotowanie wektora do klonowania. Analiza sekwencji produktu PCR. Kontrola trawienia produktu PCR, ligacja.

Tydzień 6

Teoria - metody transformacji E. coli.

Część praktyczna - analiza ligacji i transformacja - elektroporacja + przygotowanie bakterii chemokompetentnych (BL21).

Tydzień 7

Część praktyczna - analiza transformantów. Mikrolizaty + elektroforeza. Transformacja bakterii chemokompetentnych.

Tydzień 8

Teoria - endonukleazy restrykcyjne i inne enzymy stosowane w klonowaniu i analizie DNA, mutageneza in vitro. Mapy restrykcyjne

Część praktyczna - analiza transformantów (analiza restrykcyjna mikrolizatów). Omówienie wyników transformacji.

Tydzień 9 i 10

Otrzymywanie białek chimerowych w drożdżach - rekombinacja in vivo.

Teoria - oczyszczania białek przez tandemową chromatografię powinowactwa (TAP). Sposoby konstruowania szczepów drożdży zawierających w genomach sekwencje kodujące wybrane białka ze znacznikiem do TAP.

Część praktyczna - uzyskanie przez PCR kasety do rekombinacji in vivo. Transformacja drożdży.

Tydzień 10

Teoria - analiza Western.Część praktyczna - analiza transformantów przez PCR i Western.

Tydzień 11

Western (cd.). Real Time PCR.

Teoria - teoria odwrotnej transkrypcji (warianty metody, enzymy).

Część praktyczna - przeprowadzenie odwrotnej transkrypcji

Tydzień 12

Real Time PCR.

Teoria - teoretyczne podstawy real-time PCR, sposoby analizy wyników real- time PCR.

Część praktyczna - przeprowadzenie rakcji-real-time PCR, analiza uzyskanych wyników.

Tydzień 13

Analiza RNA. Izolacja RNA, elektroforeza RNA, Northern

Teoria - analiza RNA z mutantów drożdży związanych z dojrzewaniem RNA. Elektroforetyczna analiza RNA. Technika northern.

Część praktyczna - izolacja RNA, rozdział RNA w żelach.

Tydzień 14

Northern (cd).

Teoria - znakowanie kwasów nukleinowych.

Część praktyczna - znakowanie sondy molekularnej.

Tydzień 15

Podsumowanie fakultetu. Omówienie dodatkowych, wybranych metod molekularnych.

1. Wybiera i stosuje techniki i narzędzia badawcze odpowiednie dla analizy organizacji i ekspresji informacji genetycznej.

2. Wybiera i stosuje techniki odpowiednie dla otrzymywania konstruktów dla wytwarzania białek w układach heterologicznych.

3. Potrafi pod nadzorem opiekuna planować eksperymenty z zakresu biologii molekularnej, w szczególności otrzymywanie konstruktów DNA dla ekspresji białek w E. coli.

4. Potrafi posługiwać się podstawowymi metodami analizy kwasów nukleinowych in silico.

5. Potrafi projektować eksperymenty wykorzystujące metody PCR, qPCR i RT-PCR do analizy kwasów nukleinowych.

6. Potrafi otrzymać konstrukt DNA dla ekspresji białek w układach heterologicznych.

7. Potrafi otrzymać kompetentne bakterie E.coli i wprowadzić do nich uzyskane konstrukty DNA.

8. Potrafi opracować i krytycznie przeanalizować wyniki amplifikacji i klonowania fragmentów DNA.

9. Potrafi konstruować szczepy drożdży zawierające w genomach sekwencje kodujące wybrane białka jako fuzje ze znacznikiem TAP oraz zweryfikować ich poprawność oraz funkcjonalność.

10. Potrafi wykonać analizę RNA z drożdży, w szczególności ze szczepów z mutacjami zaburzającymi dojrzewanie RNA.

11. Potrafi zaprojektować i wykonać reakcje RT-PCR.

12. Potrafi pracować w 2-3 osobowym zespole.

13. Wykazuje inicjatywę i samodzielność w czasie projektowania i wykonywania eksperymentów oraz potrafi samodzielnie myśleć analizując uzyskane wyniki.

14. Wykazuje odpowiedzialność za realizowany projekt badawczy.

15. Dostrzega konieczność stosowania zaawansowanych metod analizy wyników.

16. Zna zaawansowane techniki analizy organizacji kwasów nukleinowych i ekspresji informacji genetycznej.

17. Zna zasady planowania prostych eksperymentów z zakresu biologii molekularnej.

1400-114GEN, lub jego odpowiednika w przypadku studentów, którzy zajęcia z genetyki odbyli na innych uczelniach.