Biologia molekularna roślin
Informacje ogólne
Kod przedmiotu: | 1400-216BMR |
Kod Erasmus / ISCED: |
13.104
|
Nazwa przedmiotu: | Biologia molekularna roślin |
Jednostka: | Wydział Biologii |
Grupy: |
Przedmioty DOWOLNEGO WYBORU Przedmioty obieralne na studiach drugiego stopnia na kierunku bioinformatyka Przedmioty specjalizacyjne, BIOLOGIA, BIOLOGIA MOLEKULARNA, II stopień Przedmioty specjalizacyjne, BIOTECHNOLOGIA, BIOTECHNOLOGIA MOLEKULARNA, II stopień |
Strona przedmiotu: | http://ibebr.biol.uw.edu.pl/index.php/dla-studentow/ |
Punkty ECTS i inne: |
6.00
|
Język prowadzenia: | polski |
Kierunek podstawowy MISMaP: | biologia |
Rodzaj przedmiotu: | fakultatywne |
Założenia (lista przedmiotów): | Biologia molekularna 1400-215BM |
Założenia (opisowo): | Student powinien posiadać wiedzę dotyczącą podstaw genetyki oraz biochemii, a także podstawowych technik biologii molekularnej, np. elektroforezy kwasów nukleinowych i białek. Praktyczne umiejętności w stosowaniu tych technik nie są wymagane. |
Tryb prowadzenia: | w sali |
Skrócony opis: |
Zajęcia są skierowane zarówno do studentów wykonujących (lub planujących) prace dyplomowe związane z badaniami roślin, jak i studentów innych specjalności zainteresowanych metodami biologii molekularnej. Zajęcia laboratoryjne wprowadzają w techniki genetyki i biologii molekularnej roślin, w szczególności z użyciem podstawowego roślinnego organizmu modelowego - Arabidopsis thaliana. Studenci poznają metody pracy z mutantami Arabidopsis oraz z liniami transgenicznymi, takie jak identyfikacja i genotypowanie mutacji, izolacja i rozdział kwasów nukleinowych oraz białek, immunodetekcja białek, a także analiza poziomu ekspresji genów. Na wykładzie omawiane są mechanizmy molekularne leżące u podstaw biologii roślin: od najważniejszych procesów rozwojowych, przez działanie elementów sygnalizacji hormonalnej, po odpowiedzi na czynniki środowiskowe (np. stresy). |
Pełny opis: |
Opis wykładu: 1. Podstawowe koncepcje i metodologia biologii molekularnej. 2. Rośliny modelowe, genomika roślin, struktura, skład i ewolucja genomów roślinnych. 3. Genetyka klasyczna i odwrotna genetyka (reverse genetics) w analizie funkcji genów u roślin. 4. Regulacja ekspresji genów jądrowych. Organizacja i regulacja ekspresji genów organellarnych 5. Genetyczna regulacja procesu kwitnienia i rozwoju kwiatu. 6. Chromatyna i dziedziczenie epigenetyczne. 7. Globalna analiza ekspresji genów: mikromacierze DNA, proteomika i metabolomika roślin. 8. Przewodzenie sygnałów u roślin, działanie hormonów roślinnych. Ścieżka sygnalizacji giberelin 9. Stresy biotyczne i abiotyczne. Ścieżka sygnalizacji kwasu abscysynowego. 10. Współczesna biotechnologia roślin a etyka. Opis ćwiczeń: Studenci wykonują samodzielnie (praca indywidualna lub w parach) trzy części eksperymentalne, obejmujące różne aspekty pracy z Arabidopsis, mające na celu zapoznanie się z analizami fenotypu i genotypu mutantów, analizami poziomów ekspresji genów w mutantach oraz sposobami detekcji białka fuzyjnego w transgenicznej linii Arabidopsis. Opis wykonywanych doświadczeń: 1. Charakterystyka mutantów Arabidopsis w genach kodujących histony łącznikowe (H1). Studenci zapoznają się z efektami fenotypowymi wywoływanymi przez mutacje insercyjne Arabidopsis oraz z metodami identyfikacji mutacji, a także ustalają samodzielnie genotyp mutantów h1. Używane techniki: izolacja DNA, elektroforeza DNA w żelu agarozowym, PCR. 2. Badanie poziomów ekspresji genów H1. Studenci analizują poziomy transkryptów H1 metodą RT-PCR oraz RT-qPCR w liniach roślin typu dzikiego oraz w mutantach h1. Używane techniki: izolacja całkowitego RNA, synteza cDNA, PCR, elektroforeza produktów PCR, real-time PCR. 3. Analiza poziomów białek fuzyjnych H1-GFP Studenci analizują poziomy białek fuzyjnych H1-GFP w transgenicznych liniach Arabidopsis metodą Western-blot, a także obserwują białka H1-GFP za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego. Używane techniki: izolacja białek histonowych, rozdział białek SDS-PAGE, immunodetekcja (western blot) z wykorzystaniem specyficznych przeciwciał anty-GFP, obserwacje w binokularze fluorescencyjnym. Dodatkowo (dla chętnych) - wykonanie przejściowej transformacji Arabidopsis lub tytoniu w celu uzyskania ekspresji H1-GFP. |
Literatura: |
1. Podstawy biologii molekularnej. Lizabeth A. Allison. Wydawnictwa Uniwersytetu Warszawskiego, 2009 2. Biochemistry and Molecular Biology of Plants. Buchanan, Gruissem, Jones. 2000 3. Biologia komórki roślinnej. T.1. Struktura. T.2. Funkcja. P. Wojtaszek, A. Woźny, L. Ratajczak (red.). PWN, 2006. 4. Aktualne publikacje naukowe podane przez prowadzącego. |
Efekty uczenia się: |
Student: Zna podstawowe mechanizmy genetyczne i molekularne funkcjonowania roślin, w szczególności w odniesieniu do budowy i regulacji genomów roślinnych, i przebiegu procesów rozwojowych. Zna różnorodne techniki i narzędzia badawcze, stosowane w biologii molekularnej roślin i właściwie planuje ich wykorzystanie do rozwiązywania postawionych zadań. Ma wiedzę na temat podstaw projektowania i wykonywania modyfikacji genetycznych na materiale biologicznym pochodzenia roślinnego. Wykazuje umiejętność poprawnego wnioskowania i interpretowania wyników badań molekularnych na podstawie otrzymanych danych. Wykorzystuje różnorodne techniki i narzędzia badawcze stosowane w biologii molekularnej roślin. Wykazuje umiejętność korzystania ze źródeł elektronicznych i literatury naukowej poświęconej biologii molekularnej roślin. Potrafi zbierać i interpretować dane empiryczne. Tworzy pod kierunkiem opiekuna oraz samodzielnie właściwie udokumentowane opracowania. Potrafi pracować w zespole, realizując własne badania. Wykazuje odpowiedzialność za ocenę zagrożeń wynikających ze stosowanych technik badawczych i tworzenie warunków bezpiecznej pracy. |
Metody i kryteria oceniania: |
Zaliczenie wykładu na podstawie egzaminu pisemnego, który składa się z pytań o charakterze otwartym i zamkniętym. Warunkiem dopuszczenia do egzaminu jest zaliczenie ćwiczeń na ocenę pozytywną. Zaliczenie ćwiczeń odbywa się na podstawie sprawdzianu w formie testu jednokrotnego wyboru lub prezentacji uzyskanych wyników. |
Praktyki zawodowe: |
nie dotyczy |
Zajęcia w cyklu "Semestr letni 2023/24" (zakończony)
Okres: | 2024-02-19 - 2024-06-16 |
Przejdź do planu
PN LAB
LAB
WT ŚR LAB
LAB
CZ PT WYK
|
Typ zajęć: |
Laboratorium, 60 godzin
Wykład, 30 godzin
|
|
Koordynatorzy: | Rafał Archacki, Marta Koblowska | |
Prowadzący grup: | Rafał Archacki, Marta Koblowska, Maciej Kotliński | |
Lista studentów: | (nie masz dostępu) | |
Zaliczenie: |
Przedmiot -
Egzamin
Laboratorium - Zaliczenie na ocenę Wykład - Egzamin |
|
Uwagi: |
Informację o ocenie/ocenach i/lub preferencjach grup zajęciowych należy wpisać do forumarza:https://forms.gle/9URkPeckhaf44PBL8 |
Zajęcia w cyklu "Semestr letni 2024/25" (jeszcze nie rozpoczęty)
Okres: | 2025-02-17 - 2025-06-08 |
Przejdź do planu
PN LAB
LAB
WT ŚR LAB
LAB
CZ PT WYK
|
Typ zajęć: |
Laboratorium, 60 godzin
Wykład, 30 godzin
|
|
Koordynatorzy: | Rafał Archacki, Marta Koblowska | |
Prowadzący grup: | Rafał Archacki, Marta Koblowska, Maciej Kotliński | |
Lista studentów: | (nie masz dostępu) | |
Zaliczenie: |
Przedmiot -
Egzamin
Laboratorium - Zaliczenie na ocenę Wykład - Egzamin |
|
Uwagi: |
Informację o ocenie/ocenach i/lub preferencjach grup zajęciowych należy wpisać do forumarza:https://forms.gle/9URkPeckhaf44PBL8 |
Właścicielem praw autorskich jest Uniwersytet Warszawski.